Calcein Blue is a blue-fluorescent, short-term dye.

Calcein blue AM在原始状态下的荧光较弱（激发/发射最大峰值为322/435 nm）。当细胞内酯酶切割AM酯后，该示踪剂变得相对极性并可被细胞保留数小时。此外，其荧光强度增加，并且荧光光谱向长波长方向移动，激发/发射最大峰值达到360/449 nm [1]。当在含Calcein blue–Fe2复合物的溶液中加入多巴胺时，由于Calcein blue与多巴胺间的配体交换反应，会形成多巴胺–Fe2复合物，从而恢复Calcein blue的荧光。在激发波长340 nm处，测量得到的荧光强度与加入的多巴胺浓度成正比，这使得能够对多巴胺进行定量分析 [2]。

使用方法
一、溶液配置
1. 母液的配制：将Calcein Blue AM溶解于高质量的无水DMSO中，配制成1-5 mM的储存液。建议配制高浓度的储存液，以减少溶液中DMSO的含量（理想情况下≤0.1%）。
注意事项：配制好的储存,密封良好，在干燥条件下冷冻保存，储存液在适当的条件下至少可以稳定存放6个月。
2. 工作液的制备：使用适当的缓冲液（如PBS或HBSS-HEPES）将储存液稀释至所需的工作浓度，通常为2-5 μM。
注意事项：由于不同细胞系的最佳染色条件不同，建议进行梯度实验以确定最佳工作浓度。
二、操作步骤
1. 细胞染色：
贴壁细胞：用胰酶-EDTA消化细胞，离心收集（1000 rpm，3分钟）。
悬浮细胞：直接离心收集细胞。
1）用PBS或其他缓冲液清洗细胞2-3次，以去除残留的酶活性。
2）用染色工作液重悬细胞，37℃孵育20-60分钟。孵育时间可根据具体实验需求进行调整。
2. 洗涤：孵育后，去除染色工作液，用PBS或适当的缓冲液洗涤细胞2-3次，去除未结合的染料。
3. 检测：使用荧光显微镜或流式细胞仪进行检测。Calcein Blue的激发波长为360 nm，发射波长为445 nm。
注意事项：
1）操作时需戴手套，避免皮肤或粘膜与试剂接触。
2）孵育和储存过程中应避免光照，以防荧光淬灭。
3）染色完成后，应立即进行荧光检测分析。