TMA-DPH is a hydrophobic fluorescent membrane probe (Ex: 355 nm; Em: 430 nm).

TMA-DPH荧光寿命在低于2μM的同一临界浓度下保持恒定值6.2±0.2 ns，但在更高浓度时显著降低；然而，该降低速度在5μM以上会放缓。TMA-DPH荧光各向异性的变化趋势与荧光寿命相似，起初在2μM以下保持恒定值0.283±0.003，随后在5μM时迅速降至0.270±0.003，并在更高浓度下继续以较慢速度下降[2]。

一、 荧光极化法测定细胞膜流动性
1. 溶液准备：将 TMA-DPH 溶解于适当的溶剂（如 DMSO），配制成 10-20 μM 的浓度。可根据实验需要优化浓度。
2. 细胞处理：将 TMA-DPH 溶液加入到培养的细胞中，通常用 0.1-2 μM 的浓度处理细胞。处理时间为 15-30 分钟，确保探针能够均匀地嵌入细胞膜。
3. 荧光测量：
1）使用荧光偏振（荧光极化）设备，激发波长设置为 355 nm，发射波长为 430 nm，测量荧光极化值。
2）记录不同时间点或不同条件下的荧光极化值，以分析细胞膜的流动性变化。
4. 数据分析：
根据荧光极化值的变化，分析细胞膜的流动性。较高的极化值表示细胞膜较为固态（较低的流动性），而较低的极化值则表示膜具有较高的流动性。
二、膜区域流动性分析：
1. 膜区域的选择：对不同膜区域（如质膜、内质网膜等）进行特定标记或分选，可以采用单层膜或双层膜作为研究对象。
2.实验设计：向细胞培养液中加入 TMA-DPH，并通过适当的技术（如共聚焦显微镜、荧光显微镜）检测特定区域的荧光极化。
3. 分析数据：比较不同膜区域的荧光极化数值，可以研究不同膜区域的流动性差异。